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蛋白質測定試劑

（1）標準蛋白質溶液：用標準的結晶牛血1清清蛋白（bsa）或標準酪蛋白，配制成10mg/ml的標準蛋白溶液，可用bsa濃度1mg/ml的a280為0.66來校正其純度。如有需要，標準蛋白質還可預先用微量凱氏定氮法測定蛋白氮含量，計算出其純度，再根據其純度，稱量配制成標準蛋白質溶液。牛血1清清蛋白用H2O 或0.9%NaCl配制，酪蛋白用0．05NaOH配制。

（2）雙縮脲試劑：稱以1.50克硫酸銅（CuSO4?5H2O）和6.0克酒石酸鉀鈉（KNaC4H4O6?4H2O），用500毫升水溶解，在攪拌下加入300毫升10% NaOH溶液，用水稀釋到1升，貯存于塑料瓶中（或內壁涂以石蠟的瓶中）。此試劑可長期保存。若貯存瓶中有黑色沉淀出現，則需要重新配制。

folin―酚試劑法早先是由lowry確定了蛋白質濃度測定的基本步驟。以后在生物化學領域得到廣泛的應用。這個測定法的優點是靈敏度高，比雙縮脲法靈敏得多，缺點是費時間較長，要準確控制操作時間，標準曲線也不是嚴格的直線形式，且專一性較差，干擾物質較多。對雙縮脲反應發生干擾的離子，同樣容易干擾lowry反應。而且對后者的影響還要大得多。酚類、檸檬酸、硫酸銨、tris緩沖液、甘氨酸、糖類、甘油等均有干擾作用。濃度較低的尿素（0.5%），硫酸納（1%），NaNO濃度（1%），TCA（0.5%），乙醇（5%），C4H10O（5%），CH3COCH3（0.5%）等溶液對顯色無影響，但這些物質濃度高時，必須作校正曲線。含硫酸銨的溶液，只須加濃碳酸鈉―NaOH溶液，即可顯色測定。若樣品酸度較高，顯色后會色淺，則必須提高碳酸鈉―NaOH溶液的濃度1～2倍。



20世紀70年代以來，人們通過酶組織染色法，利用胰蛋白酶對肥大細胞(MC)進行染色，發現MC能夠被染色，說明MC中一定含有胰蛋白酶活性物質。1981年Schwartz等進一步純化這種酶后發現，它是由MC釋放的，其活性90%以上來自一種酶，故命名為類胰蛋白酶。Miller等在1989年克1隆了第yi種類胰蛋白酶cDNA，其后又有幾種類胰蛋白酶被克1隆。類胰蛋白酶在cDNA和蛋白水平被分為三類：α、β、γ，其中β含量zui高。每個類胰蛋白酶基因均含有6個外顯子和5個內含子，編碼30個氨基酸的前導鏈和245個氨基酸的活性的部位。通過氨基酸序列推斷，α-類胰蛋白酶和β-類胰蛋白酶有90%的同源性。其主要區別在于β-類胰蛋白酶的-3位和215位氨基酸分別為精氨酸和甘氨酸，而α-類胰蛋白酶則分別為谷氨酰胺和天冬氨酸，兩者的結構區別決定了它們活性差異。